尽管CAR-T细胞疗法在治疗血液系统恶性肿瘤方面表现出显著效果，但由于其复杂的患者特异性生产工艺，其广泛应用受到限制。通用型CAR-T（UCAR-T）细胞来源于异基因供者，有望成为一种“现货型”解决方案。然而，其临床转化还需要克服移植物抗宿主病（GvHD）和宿主抗移植物排斥（HvGR）两大关键免疫学障碍，两者会损害安全性及疗效持久性。

《Journal of Hematology & Oncology》近日发表综述，总结了UCAR-T细胞工程改造及临床策略的最新进展，旨在提升其安全性和有效性。讨论了基因编辑技术（如CRISPR/Cas9和碱基编辑器）的应用，它们通过消除T细胞受体（TCR）来预防GvHD，通过破坏人类白细胞抗原（HLA）表达来规避HvGR。还探讨了从γδ T细胞等低内在异体反应性细胞来源开发UCAR-T产品的可能性。此外也详细介绍了增强UCAR-T细胞功能和持久性的多方面方法，包括从增强内在功能、重塑肿瘤微环境（TME）及克服肿瘤异质性等角度进行的探索。最后，作者分析了近期临床试验的结果，这些结果在血液恶性肿瘤中显示出有希望的疗效，但在实体瘤中仍面临挑战。将复杂的细胞工程与创新的临床策略相结合（如增强淋巴细胞清除、联合疗法及替代给药路径）对于实现UCAR-T作为广泛可用且强效的细胞疗法的全部潜力至关重要。

引言

随着对肿瘤免疫学理解的深入，新型免疫疗法的发展为患者带来了持久的临床获益。近年来，CAR-T细胞疗法在治疗复发或难治性（r/r）血液恶性肿瘤（如B细胞急性淋巴细胞白血病、弥漫大B细胞淋巴瘤、滤泡性淋巴瘤和多发性骨髓瘤）方面显示出显著效果。大量临床试验表明，CAR-T细胞疗法可诱导深度且持久的缓解。所有已上市的产品均使用病毒载体引入第二代CAR结构，包含抗原结合域、铰链区、跨膜域、共刺激域（源自CD28或4-1BB）以及T细胞激活域（源自CD3ζ）。

尽管取得了这些成功，但CAR-T细胞疗法的实际应用并未与获批产品数量同步增长，从而引发了对这种治疗方法的卫生经济学和生产物流的担忧。CAR-T细胞产品的高成本，加上输注后的长期监测期，对患者和医疗系统造成了显著的财务和物流负担。此外，生产周期长会导致治疗延迟，从而带来疾病进展和死亡风险。例如，在等待针对B细胞成熟抗原（BCMA）的CAR-T细胞疗法期间，90%的患者会出现疾病进展，25%的患者可能在输注前死亡。这些挑战因病毒载体短缺和生产产能有限而进一步加剧，限制了患者的可及性。此外，自体CAR-T细胞的生产容易受到生产失败的影响，或者由于患者间差异、免疫状态受损或初始淋巴细胞数量不足而产生次优产品。患者的T细胞表型也会影响最终产品的疗效。

事实上，在2017年FDA批准首个自体CAR-T细胞疗法之前，研究就已经开始着手解决这种方法的不足，通过开发UCAR-T（也称为异体或“现货型”CAR-T细胞）。这些细胞来源于健康的异体供者，可大规模生产、冻存，并根据需求为患者提供。该模式具有以下关键优势：显著缩短患者的等待时间，通过规模经济降低生产成本，并确保产品质量的一致性。对于自体生产不可行的患者（如T细胞恶性肿瘤患者或因经多线治疗而T细胞功能不佳的患者），UCAR-T细胞提供了一种重要的治疗选择。此外，“现货型”可用性便于对初始反应不足的患者进行再给药，可能改善总体治疗效果。

然而，使用异体细胞会引入独特的安全性和有效性挑战。供体T细胞可攻击宿主组织，导致潜在致命的GvHD。相反，宿主免疫系统可排斥UCAR-T细胞，即HvGR，因此限制了它们的持久性和治疗效果。尽管取得了一些进展，但UCAR-T细胞的临床疗效，尤其是其持久性和反应深度，往往仍低于自体对应产品。此外，当应用于实体瘤时，UCAR-T细胞面临与自体CAR-T细胞相同的巨大障碍，包括向肿瘤部位的有效浸润不足以及在免疫抑制性TME中的功能不佳。

该综述提供了旨在改善UCAR-T疗法安全性和有效性的新兴工程策略的概述。它将涵盖关键方法，包括克服GvHD和HvGR的策略、使用替代细胞来源以及旨在增强细胞存活和功能的先进改造，尤其是在实体瘤中。此外，该综述也讨论了安全开关的实施、近期临床试验趋势的分析以及代表性研究的结果。

克服GvHD、HvGR和自相残杀的策略

UCAR-T细胞疗法的核心挑战在于减轻宿主与移植物之间的双向异体反应性，GvHD（供体T细胞攻击受体组织）和HvGR（受体免疫系统排斥治疗细胞）是安全性和持久性的主要障碍。为应对这些挑战，开发了一系列涉及基因编辑和非基因编辑技术的多种策略（图1；表1）。

GvHD

异体T细胞上表达的αβ TCR是GvHD的主要介质，因此消除内源性TCR是预防这一并发症的基石策略。鉴于可变区内的高序列多样性，基因编辑策略通常靶向恒定区。T细胞受体α恒定（TRAC）位点是一个常见靶标，因为它是一个单一拷贝基因，与其他基因组区域的同源性低，使其更容易进行高效编辑。例如，锌指核酸酶（ZFN）介导的TRAC编辑使37%的T细胞失去TCR，而TRBC编辑仅达到15%。同样，CRISPR/Cas9编辑在TRAC上的敲除频率为45%，在TRBC为15%。相比之下，靶向TRBC位点存在多个挑战。TRBC1和TRBC2两个高度同源的基因的存在使得TRBC位点的靶向编辑更具挑战性。对这两个同源TRBC基因的不完全敲除可能导致残余TCR表达，从而保留GvHD风险。此外，同时编辑7号染色体上的两个TRBC位点会增加染色体重排的潜在风险。

一种更先进的制造策略涉及将CAR转基因靶向插入特定基因组位点，可克服某些病毒载体随机整合带来的插入突变风险。通过将CAR结构导向至特定位点（如TRAC位点），该方法了确保CAR表达的可控性，同时敲除导致TCR表达的内源性基因。这可以通过将基因编辑核酸酶与通过重组腺相关病毒6（rAAV6）载体递送的DNA修复模板相结合来实现，从而促进在期望的基因组位点进行精确整合。

基因编辑后，通常使用磁激活细胞分选（MACS）技术去除残余的αβ TCR阳性T细胞，该技术已整合到许多制造方案中。尽管这一富集步骤并非制造瓶颈，但正在探索新策略以进一步提高产品纯度。例如，最近的一项研究使用了针对CD3的CAR-NK−92细胞系来消除残余的TCR阳性细胞。据报道，这种方法使总CAR-T细胞产量增加了约三倍，同时保持细胞毒性活性和有利的细胞表型。

除了基因编辑之外，还正在探索多种非基因编辑方法以预防GvHD。其中值得注意的是CYAD-211，这是一种工程化的UCAR-T细胞产品，共表达靶向CD3ζ的短发夹RNA（shRNA），从而减少TCR/CD3复合物的表面表达。早期临床数据显示出良好的安全性特征和初步临床活性，无GvHD证据。在另一项研究中，研究人员开发了蛋白表达阻断物（PEBLs），通过将针对CD3ε的单链可变片段（scFvs）特异性抗体与不同的细胞内保留序列融合。这些PEBLs有效地消除了表面TCR表达，同时保持强大的CAR T细胞功能，包括增殖、细胞因子分泌以及对白血病细胞的细胞毒性。此外，UCAR-T细胞产品CYAD-101采用T细胞受体抑制分子（TIM），与内源性CD3ζ亚基竞争，旨在降低GvHD风险，同时维持其基于NKG2D的CAR的活性。

HvGR

HvGR主要由受体免疫系统识别供体T细胞上的HLA I类（HLA-I）分子驱动。一种常见的预防策略为敲除β2-微球蛋白（B2M）基因，该基因编码HLA-I复合体的一个必需组分。然而，UCAR-T细胞上HLA-I的缺失会触发宿主NK细胞通过“缺失自身”（ missing-self）机制（主要由杀伤细胞免疫球蛋白样受体介导）破坏这些细胞。为应对这一挑战，开发了多种策略，包括工程化UCAR-T细胞以表达非经典的抑制性HLA分子（如HLA-E或HLA-G）。在临床前研究中，这一概念通过将HLA-E插入B2M位点或表达B2M-HLA-E或B2M-HLA-G融合蛋白得到验证。另一种方法是选择性敲除经典HLA-A和HLA-B基因，同时保留HLA-E表达，使得CAR T细胞能够抵抗NK细胞的杀伤而不影响其抗肿瘤活性。其他方法包括过表达多种抑制性受体以抵抗NK细胞和T细胞的杀伤、敲除粘附配体（如CD54和CD58）以增强持久性，以及表达CD47（don’t eat me信号）以保护细胞免受巨噬细胞和NK细胞的清除。

HLA II类（HLA-II）分子在HvGR中的作用也是一个关键考虑因素，因为T细胞在激活后可以上调HLA-II表达，使其容易受到受体CD4+ T细胞的排斥。因此，作为HLA-II转录的主要调控因子，CIITA已成为基因编辑的靶标。例如，双敲除B2M和CIITA的UCAR-T细胞在小鼠T细胞肿瘤模型中持续存在超过一周，无需外源性细胞因子支持。另一项研究发现，HLA-II的缺失可能增强CAR T细胞的存活，可能与T细胞增殖通路的上调有关。这些发现表明，HLA-II敲除对CAR T细胞功能的影响值得进一步研究。最近，开发了一种单载体策略，通过共表达病毒TAP抑制剂和靶向CIITA的shRNA，同时下调HLA I类和II类表达。

此外，还在探索针对凋亡途径的策略，作为HLA修饰的替代方法。由宿主T细胞和NK细胞介导的排斥主要通过凋亡途径发生，主要通过颗粒酶B和Fas途径。Teo等人证明，过表达工程化的SerpinB9（一种针对颗粒酶B和半胱天冬酶的蛋白酶抑制剂）可以显著减少排斥。最近，一项研究表明，与B2M敲除相比，Fas敲除使UCAR-T细胞对T细胞和NK细胞的溶解具有抵抗力。这些Fas缺陷型细胞还在小鼠中显示出对白血病生长的优越控制，表明Fas敲除是B2M敲除的一个有希望的替代方案。然而，由于Fas在维持免疫稳态中的关键作用，该策略的安全性还需要仔细审查。

另一种减轻HvGR的方法是将UCAR-T细胞疗法与药理学免疫抑制相结合，可通过工程化UCAR-T细胞以抵抗特定药物（例如环孢素A）来实现，从而允许它们与宿主免疫反应的抑制共同给药。同样，敲除CD52可以使用强效的淋巴清除抗体而不消除治疗细胞，这种方法有广泛的临床先例。然而，长期药理学免疫抑制会带来相当大的风险，包括感染和药物相关毒性。因此，该方案可能最适合于需要短期内实现强大免疫抑制的情况。对于实现持久的长期UCAR-T细胞持久性，像B2M敲除这样的基因编辑策略提供了一种更持久的解决方案。尽管如此，开发更安全、长期的输注前治疗方案仍然是该领域的重要目标。

TRAC和B2M的联合敲除是目前UCAR-T细胞开发中最常见的遗传策略（表1）。然而，防止随后的NK细胞介导的排斥的标准方法尚未建立。尽管如此，多种策略正在临床上推进以解决这个问题，包括表达HLA-E融合蛋白（CB-011，Caribou Biosciences）和过表达抑制性受体（R13-02，Bioheng Biotech）。一个关键挑战在于，每个额外的基因编辑都会增加生产的复杂性和风险。为了规避这一点，非基因编辑技术，例如用于Celyad Oncology的CYAD-211的基于shRNA的方法，已经进入临床开发。虽然这种策略可能会提高可及性，但基因敲低的效率和持久性可能对实现长期疗效构成挑战。

自相相杀（Fratricide）

UCAR-T细胞对于治疗T细胞恶性肿瘤至关重要，因为由于恶性T细胞的污染，制备自体产品通常不可行。在这一背景下，一个主要挑战是自相残杀，即CAR T细胞靶向CD7，CD7是恶性T细胞和工程T细胞上共同表达的抗原。幸运的是，早期研究表明CD7对于T细胞的发育和功能来说多数并非必要部分，从而为去除CD7提供了强有力的理由。尽管基因敲除是消除CD7表达的最常用方法，但也出现了创新方法。例如，一种策略利用制备过程中的“自然选择”来生成CD7阴性CAR T细胞（NS7CAR），无需额外的基因编辑。在这些细胞中，CD7-CAR将CD7蛋白隔离在细胞内，从而防止自相残杀而无需单独的阻断分子。这种方法在复发/难治性T细胞急性淋巴细胞白血病（T-ALL）或T细胞淋巴母细胞淋巴瘤（T-LBL）患者中显示出有希望的安全性和疗效。

基因编辑技术的进步

ZFN和TALEN都是由可定制的DNA结合域和核酸酶催化域组成的工程融合蛋白，尽管两个平台都需要重新设计以靶向新的基因组位点，但TALEN DNA结合域的模块化特性简化了设计过程，使其更灵活、更具成本效益。相比之下，ZFN需要更复杂的工程和筛选，并且off-target效应的风险更高。此外，早期研究表明，使用ZFN mRNA电穿孔在TRAC或TRBC位点的敲除效率约为20-40%。因此，TALEN已被广泛用于生成UCAR-T细胞，多个产品如UCART19、UCART123和ALLO-501目前正在进行临床评估。

CRISPR/Cas9系统在简便性和效率方面具有显著优势，因为它使用 guide RNA（gRNA）进行靶向识别，无需复杂的蛋白工程。其在多重编辑中的高效率使其成为UCAR-T细胞制造的主导方法，主要通过电穿孔递送Cas9核糖核蛋白（RNP）复合物。此外，从工业角度看，CRISPR的技术专利更为多样化，且RNP比mRNA更易于大规模生产。然而，一个关键挑战在于潜在的off-target效应，发生在gRNA结合到部分不匹配的基因组序列时。该风险受靶点选择和gRNA设计影响，可以通过计算预测工具进行评估。此外，已经开发出如Cas-CLOVER等新型高保真核酸酶，通过更严格的靶向识别来最小化off-target活性。

传统的基因编辑工具如ZFN、TALEN和CRISPR通过诱导DNA双链断裂（DSBs）发挥作用。一个关键缺点在于，多重编辑期间创建多个DSBs会增加染色体丢失或重排的风险。碱基编辑技术提供了一个有希望的替代方案，它通过将DNA脱氨酶与失活的Cas蛋白融合来避免DSBs，从而实现目标核苷酸转换。与DSBs修复途径的随机和异质性结果相比，该方法产生了精确、可预测的编辑。

尽管碱基编辑（base editing）可避免DSBs，但一个显著的担忧在于sgRNA非依赖性的全基因组off-target突变。这些突变是由脱氨酶组分的内在DNA结合亲和力驱动的，并已与染色体异常相关。因此，工程化具有最小off-target活性的碱基编辑器变体已成为关键目标，且相关努力已取得成功。与传统Cas9相比，这种改进的安全性具有明显优势。例如，碱基编辑实现了72.0%-96.2%的高多重编辑效率，而不会降低T细胞产量，而spCas9可将产量降低多达41.4%，并在22%的细胞中诱导染色体异常。通过保持基因组稳定性和避免凋亡途径的上调，碱基编辑细胞可能实现更大的体内持久性。因此，几个由碱基编辑生成的UCAR-T细胞产品（包括BEAM-201）现已进入临床试验。此外，正在探索结合不同核酸酶平台的策略，以减轻UCAR-T细胞中的染色体易位。

CRISPR/Cas9在当前的UCAR-T细胞制造中仍占主导地位（表1）。基因编辑的风险（如染色体易位、意外点突变以及插入/缺失）正受到研究人员和监管机构的越来越多的关注。虽然碱基编辑在效率、安全性和细胞活力方面有可能超越CRISPR/Cas9，但扩展其能力以包括基因插入和删除对于更广泛的应用至关重要。最终，最小化所有基因编辑平台的off-target活性仍然是一个基本挑战。

用于UCAR-T生成的多种细胞类型

由于其固有的低GvHD风险，包括γδ T细胞、不变自然杀伤T细胞（invariant natural killer T cells，iNKTs）、双阴性T细胞（double-negative T cells，DNTs）和病毒特异性T细胞（virus-specific T cells，VSTs）在内的多种细胞群是UCAR-T制造的理想来源。此外，来自诱导多能干细胞（iPSCs）和胎盘循环T（P–T）细胞的替代来源可以通过工程化获得有利的表型（图1；表2）。这些细胞类型中的一些的独特抗原识别机制也可能增强其对实体瘤的疗效。

γδ T细胞约占外周血CD3+细胞的5%，主要为Vγ9Vδ2亚型，它们能够以不依赖HLA的方式识别抗原，最小化GvHD的风险。此外，它们的内在抗肿瘤活性使得γδ CAR T细胞即使在CAR抗原丢失后也能靶向肿瘤细胞，从而解决了低或异质性抗原表达的挑战。一个领先的临床实例为Adicet Bio开发的CD20 γδ UCAR-T产品ADI-001。在一项针对B细胞恶性肿瘤患者的I期试验中，ADI-001显示出第28天67%的ORR和CR率。细胞动力学研究表明，无论HLA是否匹配，均表现出强劲的剂量依赖性扩增和持久性。Adicet Bio现在正在将其γδ CAR T平台扩展到实体肿瘤和自身免疫疾病。

鉴于实体瘤的异质性，无论是未修饰的还是CAR工程化的异体γδ T细胞，都在作为治疗选项进行积极探索。Vγ9Vδ2 T细胞的过继转移已在晚期肝癌和肺癌患者中显示出生存获益，且副作用极小。γδ T细胞的治疗优势源于其双重抗原识别机制，包括其天然TCR和类似NKG2D的天然激活受体。例如，替莫唑胺治疗胶质母细胞瘤可上调应激配体NKG2DL，从而增强γδ T细胞介导的细胞毒性。与之类似，一个CD123 γδ UCAR-T产品在AML小鼠模型中控制超过70天的肿瘤生长，该效果与激活NK细胞受体表达的增强相关。Vδ1 T细胞亚群主要存在于上皮组织中，对于实体瘤特别有前景。Adicet Bio正在肾细胞癌的I期试验评估ADI-270（一种针对CD70的CAR-Vδ1 T细胞疗法），该产品被装甲了抵抗免疫抑制性TME的显性阴性（dominant-negative）TGFβ受体II（dnTGFβRII）。另一个产品ADI-002，可靶向肝细胞癌上的糖胺聚糖-3（GPC-3），也显示出有希望的临床前疗效和安全性。

开发强大的γδ T细胞扩增方法对于其临床应用至关重要。尽管最初使用唑来膦酸通常会产生纯度不足的产品，但使用新型含氮双膦酸盐的新方案可以实现Vδ2 T细胞的优越扩增和纯度。最近，通过用抗CD3单克隆抗体和IL-15刺激αβTCR-和CD56耗尽的PBMC，已成功实现扩增Vδ1亚群。此外，也从iPSCs成功生成了γδ CAR T细胞，当与IL-15一起培养时显示出强大的效力。

iNKTs是一种罕见的、进化上保守的T细胞亚群，能够识别由单态CD1d分子呈递的糖脂类抗原。这种HLA独立的识别机制使它们成为异体治疗的一个有吸引力的平台，因为它赋予了低GvHD风险。iNKT细胞可以响应趋化因子（如CCL2和CCL20）有效地归巢到肿瘤，使其对实体瘤特别有前景。多项临床前研究正在探索用于血液恶性肿瘤和实体瘤的CAR-iNKTs。目前最成熟的异体CAR-iNKT细胞共表达针对CD19的CAR、IL-15和靶向B2M和CD74的shRNA，以降低HLA-I和II分子的表达，已在复发或难治性非霍奇金淋巴瘤（NHL）和急性淋巴细胞白血病（ALL）患者中显示出良好疗效和安全性。针对神经母细胞瘤的自体 GD2-CAR iNKT 细胞共表达 IL-15 的 I 期试验（首次人体试验）已显示出早期的安全性和有效性迹象，在 11 名患者中有 1 人完全缓解。

CAR-iNKTs的治疗效果通过与宿主免疫系统的复杂相互作用而被放大。除了直接通过CAR和TCR介导的细胞毒性外，CAR-iNKTs还可以通过交叉启动宿主CD8+ T细胞来诱导更广泛的抗肿瘤反应。它们还可以通过耗尽表达CD1d的免疫抑制细胞群（如肿瘤相关巨噬细胞和髓系来源的抑制细胞）来重塑TME。此外，这种多方面的活性可以导致树突状细胞激活、 M2样巨噬细胞消除，并促进表位扩散以参与内源性T细胞反应。

由于在外周血中iNKT细胞的频率低于1%，需要可扩展的制造策略，且该策略不依赖于PBMC分离。有前景的方法包括从可再生来源（如脐带血来源的造血干细胞和祖细胞（HSPCs）或造血干细胞（HSCs））分化CAR-iNKTs。尽管这些平台需要进一步的临床前验证，但一个临床先进的异体CAR-iNKT产品已经显示出有希望的结果。

DNTs是一个缺乏CD4和CD8的CD3+亚群，是异基因治疗中一个有吸引力的平台，因为它们具有较低的GvHD倾向。开创性的工作已经证明，未修饰的异体DNTs可以在临床规模上扩展，并安全地给予复发性AML患者。它们的抗肿瘤活性由天然受体（如NKG2D和DNAM-1）介导，已在AML和非小细胞肺癌模型中显示出效果。在此基础上，针对CD19的CAR-DNTs在B细胞白血病和肺癌的临床前模型中显示出与传统CAR T细胞相当的疗效，但没有诱导GvHD。该平台的多功能性进一步通过CAR4-DNTs得到展示，后者对T细胞恶性肿瘤有效；通过PI3Kδ抑制剂idelalisib增强其持久性。这些结果突出了CAR-DNTs在治疗各种血液系统和实体肿瘤方面的潜力。

一项针对B细胞淋巴瘤患者的异体CAR-DNT产品（RJMty19）的首次人体I期研究报告了良好的安全性，没有≥3级细胞因子释放综合征（CRS）、免疫效应细胞相关神经毒性综合征（ICANS）、GvHD或剂量限制性毒性（DLTs）。值得注意的是，在最高剂量组的三名患者中均实现客观反应。这些令人鼓舞的结果支持进一步开展研究，包括剂量递增和多次给药方案。

VSTs表现出降低的GvHD风险，这归因于其受限的TCR库。尽管它们的生成需要专门的制造，但已确立VSTs为病毒性感染的治疗手段，特别是在造血干细胞移植后。然而，它们作为抗癌治疗的直接应用目前有限。

iPSCs代表着CAR T细胞制造的一个有希望的可再生来源，因为它们具有高增殖能力和分化潜力。有一种策略，涉及从T细胞生成CAR-iPSCs，然后通过3D类器官系统将其分化成功能性CAR T细胞。得到的产品显示出与传统CAR T细胞相当的细胞毒性，但具有更均匀的克隆性TCR库和更低的MHC表达，或可降低GvHD和移植物排斥的风险。另一项研究确定了H3K9导向的组蛋白甲基转移酶G9a/GLP是T细胞谱系承诺的抑制因子。通过对G9a/GLP进行化学抑制，可以生成成熟iPSC-T细胞，其转录谱与外周血αβ T细胞极为相似。当这些iPSC衍生的T细胞被设计为表达CAR时，展现了增强的效应功能。

CAR T细胞产品的组成是其疗效的一个关键决定因素。单采产物中T记忆干细胞（TSCM）的高频率与持久临床反应强烈相关。使用来自脐带血的P–T细胞的UCAR-T细胞（其保留了干性细胞特性并增强了均匀性）显示出更有利的细胞因子特性和持久的疗效。

进一步提高UCAR-T细胞疗效的策略

UCAR-T细胞目前面临疗效差和深度缓解的挑战，研究人员希望在此基础上进行改进以实现更好的疗效（图2；表3）。一个关键方法涉及通过增强内在功能和持久性来优化CAR T细胞。CAR T和UCAR-T在治疗实体瘤时面临类似的挑战，包括肿瘤异质性和TME，这些可能导致疗效不足或疾病复发。许多创新策略（如先进的遗传修饰）正在为UCAR-T平台探索，以克服这些障碍。

增强UCAR-T细胞的内在功能

UCAR-T细胞的有限疗效和深度缓解可能不仅源于宿主免疫排斥，还源于其生产所需的遗传修饰。例如，虽然破坏内源性TCR对于预防GvHD是必要的，但也可能损害T细胞功能。TCR复合体是T细胞激活和存活途径的重要组成部分，其缺失会降低CAR T细胞在体内的持久性，可能是通过下调参与细胞存活和分化的基因。另一方面，其他遗传修饰也可能具有复杂的影响；例如，敲除HLA II类分子可以上调增殖信号（如CD70和POLR2L），可能增强细胞存活。因此，随着 UCAR-T 细胞所经历的基因工程日益复杂，了解每一次改造对T 细胞生物学的功能影响至关重要。

大多数CAR结构包含源自CD28或4-1BB的共刺激域，其对于T细胞存活和功能至关重要。然而，直接比较这些域的贡献一直不明确，主要是由于不同研究中CAR设计的混杂变量。临床前数据通常表明CD28信号传导产生更强大的细胞因子产生，而临床证据通常表明基于4-1BB的CARs表现出更好的持久性。因此，为了准确评估每个域的贡献，必须使用其他方面相同的CAR骨架进行未来的直接比较。

通过补充细胞因子支持来增强CAR T细胞增殖和活性的策略正在被用于UCAR-T平台，可以通过工程化细胞以共表达细胞因子或通过系统性细胞因子给药来实现，这可以改善体内持久性、减轻耗竭并增强抗肿瘤效果。例如，虽然删除CD2会损害效应细胞因子分泌（如颗粒酶B、IFN-γ）并降低细胞毒性，但这些缺陷可以通过给予长效重组IL-7（rhIL7-hyFc）来挽救。同样，通过共表达共同细胞因子受体γ链（γc）可以增强在那些具有CD7敲除的工程化细胞中的IL-2信号传导。然而，持续的细胞因子活性引发了重大的安全问题，包括CRS。为规避此问题，正在探索新方法，例如由颗粒酶B激活的IL-18（GzB-IL18）。这种分子以潜伏状态分泌，仅在T细胞参与时被激活，促进局部抗肿瘤活性和髓系细胞重编程，同时最小化全身毒性。

虽然白细胞介素2（IL-2）传统上用于体外CAR-T细胞的扩增，但它主要促进效应细胞表型的形成。相比之下，使用白细胞介素7（IL-7）和白细胞介素15（IL-15）等细胞因子培养细胞，能够促进未分化细胞群的生成，包括具有中央记忆性T细胞（TSCM）特性，这些细胞在体内展现出更强的扩增和持久性。除了细胞因子的调节之外，先进的制造策略也能保持这种理想的初始状态。例如，高保真基因编辑系统（如Cas-CLOVER）可以直接修改静息T细胞，产生富含TSCM的产物。同样地，将CAR整合到T细胞受体（TCR）位点可以减少持续信号传导，防止细胞耗竭。此外，使用药物调控系统降低CAR结构的表达，或使用多激酶抑制剂达沙替尼处理，可以使CAR-T细胞进入静息状态。这样不仅使细胞获得类似记忆细胞的表型，还能逆转耗竭状态，从而提升其在体内持久性和功能。

限制和重塑TME

在治疗实体瘤时，CAR T和UCAR-T疗法面临免疫抑制性TME的挑战。TME通过多种机制阻碍T细胞功能，包括物理屏障（如致密的基质和异常的血管）限制CAR T细胞的浸润和渗透。为应对这一挑战，CAR T细胞被工程化以表达合成Notch（synNotch）受体，这些受体诱导局部分泌基质降解酶，可增强肿瘤的可达性和清除。此外，肿瘤归巢不足通常源于肿瘤分泌的趋化因子与T细胞上的受体不匹配，在CAR T细胞上表达适当的趋化因子受体（如CXCR2）可显著改善它们的归巢和肿瘤靶向浸润。

其次，TME中存在免疫抑制细胞，这些细胞通过分泌因子（如IL-10和TGF-β）、表达抑制配体和直接损害效应T细胞活性来抑制T细胞功能并促进肿瘤进展。因此，针对这些细胞或其抑制机制的策略对于增强CAR T疗效至关重要。例如，一种针对BCMA的UCAR-T设计可分泌CD47-SIRPα阻断剂，不仅可以防止肿瘤细胞逃避巨噬细胞吞噬，还可以通过减少MDSCs和增加M1型巨噬细胞将TME转向更促炎状态，这可能通过减少肿瘤组织中的髓系来源干细胞和增加CD11c+树突状细胞和M1型巨噬细胞来实现。同样，CAR-iNKT细胞可以通过其CD1d限制性活性耗尽TAMs和MDSCs。另一种策略是使CAR T细胞本质上抵抗免疫抑制信号。例如，用显性阴性TGF-β受体装甲Vδ1 T细胞，使其即使在富含TGF-β的环境中也能保持功能。

TME还存在显著的代谢挑战。高度糖酵解的肿瘤细胞创造了一个缺氧、酸性和营养匮乏的环境，T细胞在其中难以竞争能量。这种代谢压力，加上慢性抗原刺激和免疫抑制信号，推动了T细胞向耗竭状态发展。如前所述，包含4-1BB共刺激域或使用特定细胞因子组合可以在逆转CAR T细胞耗竭方面发挥作用。这种耗竭状态也可由CAR结构自身的抗原非依赖性持续信号引发，其特征表现为全局性的转录和表观遗传改变，包括抑制性受体（如PD-1、TIM-3）的上调、细胞因子分泌减少以及线粒体氧化磷酸化功能受损。如前所述，引入4-1BB共刺激域或使用特定细胞因子组合，有助于形成更持久的T细胞表型。此外，调节PI3K-AKT-mTOR代谢通路或直接增强线粒体功能，也在逆转CAR-T细胞耗竭方面显示出潜力。

除了上述修改CAR T细胞内在特性的方法外，直接靶向TME也是至关重要的。破坏PD-1/PD-L1轴是重塑TME的一个强大策略（PD-1/PD-L1轴是T细胞耗竭的主要驱动因素）。可以通过检查点抑制剂来实现，或通过更持久的PDCD1基因敲除策略来实现，该策略在UCAR-T开发中已被广泛探索，尽管其临床应用仍有限。此外，免疫检查点可作为治疗靶点。例如，经过工程改造的表达HLA-G CAR并分泌PD-L1/CD3ε双特异性T细胞接合剂（BiTE）的Vδ2 T细胞，可有效清除表达PD-L1或HLA-G的实体瘤。

最后，工程化CAR-T细胞以分泌特定细胞因子是重塑TME的有力策略。例如，IL-12能够触发化学因子（CCL5、CCL2和CXCL10）的产生，从而招募更多T细胞，同时减少调节性T细胞（Tregs）并激活髓系细胞。整合到CAR中的分泌型IL-15或IL-15Rα靶向组可清除髓系来源的抑制细胞（MDSCs）并减少免疫抑制分子的分泌。IL-18或GzB-IL18能够促进局部抗肿瘤活性和髓系细胞重编程。另一方面，阻断IL-4等细胞因子（被表观遗传学研究确定为耗竭的驱动因素）可以增强T细胞功能和持久性。因此，结合多种细胞因子修饰对于提高UCAR-T疗效具有巨大潜力，但也必须谨慎管理因全身免疫激活而导致的off-tumor毒性风险。

肿瘤异质性

开发更有效的靶向方法，无论是肿瘤特异性的还是广泛表达的，仍然是关键目标。髓系恶性肿瘤特别具有挑战性，因其缺乏特定的表面抗原。最近的一项临床前研究通过使用腺嘌呤碱基编辑创建了靶向泛造血标志物CD45的UCAR-T细胞，显示出对各种白血病和淋巴瘤的广泛疗效。通过在UCAR-T细胞和造血干细胞上进行表位编辑，保留了CD45功能，同时防止了自相残杀，从而保护了造血功能。该方案提示了一种潜在的策略，通过替换患者的原生造血系统，用于治疗广泛的血液系统恶性肿瘤。对于实体瘤，抗原异质性和逃逸也是一个重大障碍。使用双抗原CARs、BiTEs或可切换的适配器的多靶向策略可以改善肿瘤清除并减少抗原丢失。然而，增强靶向能力也增加off-tumor毒性的风险，要求在UCAR-T开发中实施更复杂的安全机制。

串联CARs将两个抗原结合域整合到一个单一结构中，可以减少肿瘤逃逸并增强抗肿瘤活性。这种方法在胶质母细胞瘤模型中已被证明是有效的，其中共靶向HER2和IL13Rα2，或EGFR和IL13Rα2的CAR T细胞显示出优越的疗效。同样，针对CD70和B7-H3的串联CAR改善了肺癌和黑色素瘤模型中的肿瘤控制。同时靶向GD2和B7-H3的CAR T细胞，结合跨CD28和4-1BB共刺激并共享相同的CD3ζ链，有效防止由于低抗原密度驱动的胶质母细胞瘤模型中的肿瘤逃逸。

BiTEs将T细胞上的CD3连接到肿瘤相关抗原（TAA），可以与CARs联合使用以克服抗原异质性。当由CAR T细胞分泌时，BiTEs更好地引导工程T细胞靶向肿瘤细胞，并招募旁观者T细胞攻击缺乏主要CAR靶标的肿瘤细胞。这种多功能方法的一个例子为，针对PD-L1的BiTE还可以同时提供检查点阻断。

可切换的CAR T平台允许在无需重新制造细胞的情况下重新靶向不同抗原，提供显著的治疗灵活性（表4）。这些系统可以克服预先存在的药物抗性，例如通过适配器介导的CAR-T细胞成功靶向对西妥昔单抗耐药的肿瘤。通用型CAR利用非靶向肽段结合到治疗抗体中设计的特异性口袋，从而通过共同给予的抗体控制特异性。UniCAR平台使用独立的靶标模块（TMs）将CAR-T细胞与肿瘤抗原（如CD123或CD19）连接起来。将抗体融合蛋白与FITC-SpyTag（FITC-ST）肽结合，显著增强了抗FITC CAR-T细胞对肿瘤细胞的细胞毒性。此外，2,4-二硝基苯酚（DNP）偶联抗体也可用作引导CAR-T细胞靶向不同肿瘤抗原的适配器。对于所有适配器系统，优化CAR与适配器之间的结合亲和力对于平衡抗肿瘤疗效与毒性至关重要。另一种方法是人为地在肿瘤细胞上添加新靶点。融合抗原负载纳米颗粒（F-AgNPs）可以与肿瘤细胞膜融合，沉积外源性抗原，为CAR-T细胞创造靶点。与适配器不同，这种方法直接解决了抗原密度低的问题，但在体内纳米颗粒递送方面面临挑战。

CAR T细胞疗法中的安全开关

在CAR设计中引入“关闭开关”是管理毒性和促进CAR T细胞及时清除的关键策略。一种常见方法是在CAR结构中引入可靶向的表位，如被利妥昔单抗识别的CD20模拟表位，这使得UCAR-T细胞对通过补体或抗体依赖性细胞毒性清除敏感，可在白血病清除后实现骨髓恢复，而不影响缓解，该策略已应用于多个平台。或者，还可以通过短半衰期的适配器分子实时控制活性。例如，UniCAR T细胞的活性可以通过管理CD123特异性靶模块（TM123）的输注来快速切换。同样，从DNA编码的化合物库中获得的肿瘤靶向化合物作为小分子双功能链接剂，可以短暂地桥接CAR T细胞和肿瘤。此外，适配器可以被设计为响应外部刺激（如小分子或光），为UCAR-T细胞活性提供额外的控制。

临床试验趋势

使用Trialtrove数据库，作者确定了截至2024年10月31日以UCAR-T细胞作为初始药物的169项临床试验（图3）。

分析显示，从2016年到2023年，临床试验启动数量显著增加（Mann-Kendall检验，p=0.042），2019年达到峰值。中国以75项试验（44%）位居首位，其次为美国54项（32%）。大多数研究处于早期阶段：131项（78%）为I期，24项（14%）为I/II期（排除了两项作为现有研究长期随访的IV期研究）。

CD19仍然是主要靶标（图3D），但CD7、CD22、BCMA和CD20等其他抗原也频繁获得研究。开发工作还探索了包括CD276、CD33和CD70在内的新靶标。与自体CAR-T疗法的成功一致，临床试验主要集中在血液恶性肿瘤，特别是非霍奇金淋巴瘤和急性淋巴细胞白血病（图3C）。相比之下，实体瘤的试验较少，但涵盖了包括结直肠癌、肾癌和卵巢癌在内的多种适应症。

监管障碍和卫生经济学挑战

作为基因编辑的异体细胞产品，UCAR-T疗法的临床转化和广泛应用受到全球监管机构的监督。在美国，FDA的指导文件《考虑开发嵌合抗原受体（CAR）T细胞产品的因素》概述了减轻UCAR-T疗法风险的监管要求。该文件规定了适用于所有CAR-T模式的基础要求，包括产品表征（CAR结构和载体）、化学、制造和控制（CMC），以及非临床和临床安全性评估，包括管理毒性的要求，如CRS和神经毒性。对于UCAR-T产品，该指导特别强调了异体疗法带来的额外风险，如GvHD，并要求临床方案通过详细的免疫学匹配策略和全面的GvHD管理计划来降低这些风险。该计划必须整合特定的监测和分级系统，并正式纳入研究的安全性终点，包括对DLTs和研究终止规则的定义。

欧洲药品管理局（EMA）采用类似的风险基础方法，将UCAR-T产品归类为先进治疗药物（Advanced Therapy Medicinal Products ，ATMPs）。“含有基因修饰细胞的药物的质量、非临床和临床方面的指南”提供了一个综合的开发框架。尽管该指南涵盖了所有基于细胞的基因疗法的共同质量、安全性和有效性的基础要求，但特别关注UCAR-T产品的“通用”特性背后的具体技术。在此背景下，该指南解释了用于破坏内源性TCR和预防GvHD的基因组编辑技术的使用。因此，它要求对编辑过程本身的具体性和安全性进行严格的评估。此外，EMA框架独特地考虑了异体免疫原性的双重挑战：不仅是GvHD的风险，还有HvGR的可能性。这种技术中心的重点要求在整个非临床和临床开发阶段建立对产品的深刻、机制性理解。

在中国，国家药品监督管理局（NMPA）通过一系列技术指导原则建立了其监管路径，一个显著的特点在于对UCAR-T产品核心的基因编辑技术的非临床评估的关注，要求对on-target 和off-target效应进行严格的评估。在临床上，NMPA强调这些“活性药物”的独特细胞动力学，并特别指定了至少15年的长期随访，以监测使用整合载体的产品的延迟不良事件。这些指导原则强调了对UCAR-T疗法的机制基础和长期安全性档案的监管关注。

对于自体CAR-T细胞疗法而言，高成本是获得的主要障碍，而UCAR-T疗法有望通过实现规模经济来提高可及性。通过从健康供者集中制造批次，理论上可以降低每位患者的成本，与自体产品相比显著缩短关键的静脉到静脉时间。然而，开发专有基因编辑技术所需的前期投资、建立和维护符合GMP的主细胞库以及进行监管机构要求的安全性和可比性研究可能会增加额外的成本。因此，实现UCAR-T疗法的转型潜力需要多方利益相关者的共同努力，以创新制造和分析技术来降低成本。

UCAR-T细胞疗法在血液恶性肿瘤和实体瘤中的疗效

具有已发布或中期结果的UCAR-T细胞疗法临床试验见表5，展示了该领域的重要进展和持续挑战。

在血液恶性肿瘤中观察到令人鼓舞的疗效，其中几个早期研究针对CD7和CD19报告了较高的初始反应率。相比之下，治疗实体瘤的重大挑战仍然存在，治疗显示出较为有限的活性。还需要指出的是，这些有希望的结果大多来自早期阶段的研究，反映出该领域的演变性质以及进一步研究以优化和扩大这些疗法的适用性的必要性。

这些在血液恶性肿瘤中的有希望的结果在几个最近的试验中得到了体现，这些试验针对了包括CD19、CD22、CD70、BCMA、CD5和CD7在内的抗原。Frederick L Locke等人进行了一项I期试验，评估了异体CD19 CAR T细胞（cema-cel/ALLO-501）在33名复发/难治性大B细胞淋巴瘤患者中的疗效。在使用氟达拉滨和环磷酰胺（FC）进行淋巴细胞清除和ALLO-647输注后，观察到CAR T细胞的扩增和持久性（达4个月）。ORR为 58%，CR为42%；CR的中位持续时间为 23.1 个月。血液学毒性常见，但未出现≥ 3 级CRS、ICANS或GvHD。同样，在 T 细胞淋巴瘤中，针对 CD70 的 CTX130 显示出 46.2% 的ORR（19.4% CR），但缓解持续时间有限（外周 T 细胞淋巴瘤中位缓解持续时间为 2.5 个月）。剂量递增（≥ 3×10⁸ 个细胞）可提高疗效（ORR 为 51.6%）。

异体CD5/CD7 CAR-T疗法在T细胞恶性肿瘤治疗中也展现出巨大的潜力。一项I期研究中，异体CD7 CAR-T（GC027）诱导快速缓解（12名患者中有11名在一个月内达到CR），但由于输注后CAR-T细胞早期清除，长期疗效仍未得到确认。另一项I期试验评估了针对19名复发/难治性T-ALL患者的异体CD5特异性CAR-T疗法，这些患者大多为CD7 CAR-T治疗失败者。在16名患者中，10名接受剂量为1×10⁶细胞/kg的输注，所有患者在第30天均达到完CR或CR但计数未完全恢复。然而持久性仍是挑战，只有4名患者接受了后续移植，剩余12名患者中仅有2名在14.3个月的随访时仍处于缓解状态。

与血液系统恶性肿瘤的发现形成对比的是，实体瘤试验的临床数据凸显了之前提到的挑战。在淋巴瘤中有效的CTX130疗法，在转移性透明细胞肾细胞癌（ccRCC）中仅显示出6%的ORR，中位PFS为2.9个月。一项I期研究评估了针对5名复发/难治性高危神经母细胞瘤患儿的异体GD2特异性CAR-T细胞（ALLO_GD2-CART01），其中4名患儿此前接受过异体造血干细胞移植（allo-HSCT）。4名患者观察到部分缓解和完全缓解，其中包括2名持续完全缓解的患者。值得注意的是，与自体CAR-T细胞相比，异体CAR-T细胞显示出更强的增殖能力。尽管其中3例疾病进展，但1例患者观察到长期缓解（6个月以上）。在实体瘤中总缓解率较低且持久性差异显著，凸显了开发新工程策略以克服其免疫抑制性微环境的必要性。

提高疗效和安全性的临床策略

UCAR-T细胞疗法的临床研究不仅限于细胞产品本身，还包括评估多种应用策略的潜在价值（图2）。回顾这些临床试验结果可能会影响未来药物审批和临床医生的决策。

淋巴细胞清除策略

大多数UCAR-T研究采用淋巴细胞清除策略，以清除微环境中的免疫抑制性细胞，增加细胞因子的可用性，并增强TME调节，从而促进CAR T细胞的扩增和持久性。与自体CAR-T疗法不同，UCAR-T细胞通常由于宿主排斥而表现出减少的持久性；因此，一些临床试验采用了增强的淋巴细胞清除方案以增强UCAR-T细胞的扩增和持久性。这些增强方案可能包括比标准自体CAR-T疗法更高的氟达拉滨和环磷酰胺剂量，有些研究还包括依托泊苷作为额外的淋巴细胞清除药物。对两项I期临床试验的比较分析分别评估了针对多发性骨髓瘤的BCMA-P-BCMA-ALLO1和针对上皮来源实体瘤的MUC1-C-P-MUC1CALLO1，研究了不同环磷酰胺剂量对淋巴细胞清除特性和CAR T细胞动力学的影响。研究发现，与多发性骨髓瘤患者相比，实体瘤患者的基线白细胞计数显著更高。对于P-BCMA-ALLO1，将环磷酰胺剂量从300 mg/m²增加到500 mg/m²或1000 mg/m²增强了淋巴细胞清除深度并改善了CAR T细胞扩增。相比之下，P-MUC1C-ALLO1患者在环磷酰胺剂量为500 mg/m²时未显示出淋巴细胞清除深度或CAR T细胞扩增的显著改善。然而，1000 mg/m²的剂量在两者中均显示出改善趋势。值得注意的是，这些患者群体之间在淋巴细胞清除要求上的差异不太可能归因于CAR T细胞产品属性的差异，因为两种疗法均使用相同的转座子、基因编辑和供者来源技术。这些初步结果表明，实体瘤患者可能需要更高的环磷酰胺剂量以实现有效的淋巴细胞清除并促进CAR T细胞扩增。

有的研究在淋巴细胞清除方案中加入了CD52单克隆抗体，与CD52^−/− UCAR-T细胞联合使用。CD52是各种宿主免疫细胞上的糖蛋白，包括淋巴细胞、单核细胞、巨噬细胞、嗜酸性粒细胞和树突状细胞，可以通过抗CD52抗体有效清除CD52+细胞，延长淋巴细胞清除期，从而促进CAR T细胞的扩增和持续持久性。

增强淋巴细胞清除的强度也存在不良事件，包括更强的骨髓抑制和与CD52单克隆抗体相关的感染风险，需要仔细考虑。在一项使用CD52单克隆抗体进行淋巴细胞清除的临床试验中，33%的患者报告了巨细胞病毒（CMV）激活，但没有报告4级或5级CMV病例。因此，一些研究人员建议使用预防性抗病毒药物和抗生素进行增强护理。关于是否实施增强淋巴细胞清除的决定需要基于个体的基础健康状况和所使用的特定细胞疗法进行全面的获益-风险评估。

扩大给药途径：鞘内和腔内药物递送

对于颅内肿瘤，血脑屏障的存在对通过外周血液递送CAR T细胞进入大脑构成挑战。鞘内注射可能是一种可行的局部治疗方法。几项自体和异体研究在临床试验中探索了CAR T细胞的鞘内注射以治疗复发性胶质母细胞瘤（rGBM）。在一项自体CAR T细胞治疗rGBM的临床试验中，六名患者通过Ommaya储液器接受CART-EGFR-IL13Rα2细胞的鞘内注射。尽管所有六名参与者的肿瘤增强都有所减少，但未达到ORR标准。该研究为鞘内注射治疗中枢神经系统肿瘤提供了概念验证。

最近的临床研究还探讨了UCAR-T细胞疗法的鞘内给药。GRm13Z40-2是一种来自健康供者的类固醇耐药、IL13Rα2特异性CAR T细胞，通过Rickham导管进行鞘内给药，联合颅内注射重组人IL-2和全身应用地塞米松。尽管没有患者显示出缓解，但两名患者显示出肿瘤坏死的迹象。另一种UCAR-T细胞疗法MT-027来自健康供者，每月进行鞘内给药以治疗复发性高级别胶质瘤（rHGG）。在七名接受治疗的患者中，三名对疗法有积极反应，12个月的OS率为85.7%。

UCAR-T细胞在鞘内注射后的持久性仍有待观察。在GRm13Z40-2细胞的临床试验中，只有少数患者的CAR T细胞在最后一次输注后超过10周仍然存在，而MT-027 CAR DNA拷贝数在脑脊液中至少持续1个月。UCAR-T细胞在脑脊液中的存活特性可能与细胞设计和免疫微环境有关，需要进一步探索以阐明这些机制。

与系统给药相比，CAR T细胞的鞘内注射表现出独特的安全信号，中枢神经系统内有显著的细胞治疗相关不良事件。在自体CART-EGFR-IL13Rα2细胞的临床试验中，所有六名患者均发生早期且中度至严重的神经毒性，包括ICANS和肿瘤炎症相关神经毒性（TIAN）的元素。此外，在这种治疗的六名患者中，有两名经历了假性进展。在MT-027注射后，最常见的不良反应是头痛（7/7，100%）和发热（6/7，86%）。

此外，包括腹腔和胸腔在内的腔内给药也是一种潜在的可行给药方式。尽管已经进行了UCAR-T细胞的胸腔内注射研究，但其具体疗效仍有待进一步观察。

再给药

由于UCAR-T细胞的大规模生产能力，采用多次给药的设计是可行的。此外，UCAR-T细胞的短半衰期表明，根据药代动力学（PK）特性，多次给药可能延长其在体内的持久性。几项早期I期临床试验尝试了UCAR-T细胞的多次给药，但目前尚无足够数据明确确定多次给药是否可以提高缓解率或缓解持续时间。在一项针对CD70 UCAR-T细胞疗法的I期临床试验中，六名患者接受了至少一次重复输注。其中，四名在第二次输注前评估为疾病稳定（SD）的患者在后续输注后仍被评估为SD，而两名在第二次输注前评估为疾病进展（PD）的患者在输注后仍被评估为PD。

HLA匹配

HLA匹配可能是克服HvGR的有效方法。CB-010是一种针对CD19的UCAR-T细胞疗法，采用PD-1基因敲除技术，并包含4-1BB共刺激域。该疗法使用Cas9 CRISPR chRDNA技术实现精准的三重基因组编辑。临床研究表明，从至少具有四个匹配HLA等位基因的供者中接受CB-010治疗的患者显示出PFS更长。此外，药代动力学数据表明，CB-010细胞的扩增和持久性受到HLA匹配程度的影响。

然而，采用HLA匹配不可避免地会缩小UCAR-T细胞的合格患者群体。为了保持“现货型”细胞疗法的便利性，建立一个包含不同HLA类型的UCAR-T细胞库，而非使用单一HLA类型的CAR T细胞，可能是一个潜在的解决方案。然而，这种方法需要预先从多个供者中生成大量的CAR T细胞。总之，尽管HLA匹配可能导致制备成本增加，但可增强治疗反应。

联合疗法

作为一种“现货型”产品，UCAR-T细胞在与其他治疗方式联合使用时具有实现协同治疗结果的潜力。正如前面提到的，UCAR-T细胞疗法在血液系统恶性肿瘤中显示出有希望的缓解率，但复发率也相对较高，而序贯异基因HSCT提供了一种新的策略来解决这一问题。这种联合方法不仅可以降低异体HSCT后复发的风险，还可以解决CAR T细胞来源的挑战，同时可能减轻GvHD或HvGR的风险。对于接受异基因HSCT的患者，HSCT供者可以作为CAR T细胞的潜在来源。

CAR T细胞给药有三个潜在的时间点：异基因HSCT前、作为异基因HSCT后的巩固治疗以及复发后治疗。最近，黄河/胡永仙/王东睿/张鸿声团队在新英格兰医学杂志发表文章，评估了序贯异基因或通用型CD7 CAR T细胞疗法和单倍体HSCT治疗复发或难治性CD7阳性白血病或淋巴瘤。所有10名患者均实现CR，其中6名维持了超过一年的MRD阴性CR。然而，该方案与显著的毒性相关，包括所有患者出现4级全血细胞减少症和两名患者死于败血性休克。该策略为不符合传统异基因HSCT条件的CD7阳性肿瘤患者提供了新的选择。

在另一项方法中，一项II期试验评估了在23名高危B-ALL患者异基因HSCT后预防性给予供者来源的CD19 CAR T细胞输注，显示出显著较低的2年累积复发率（5.6%对比对照组的28.8%，P=0.026）和更好的PFS（84.0%对比57.3%，P=0.042）。治疗相关不良事件包括1-2级CRS（47.8%）和可控的血液学毒性，两组的2年非复发死亡率相当（10.3%对比14.4%）。值得注意的是，七名Ph+ ALL患者在没有TKI的情况下维持持久缓解。尽管样本量小且设计为回顾性，但这一策略显示出有效性，支持其作为高危B-ALL异基因HSCT后预防性治疗的进一步前瞻性研究。

在实体瘤领域，正在进行研究以评估UCAR-T细胞疗法与其他治疗方式的潜在协同效应。在最近的一项研究中，15名接受FOLFOX标准周期作为预处理化疗的复发/难治性转移性结直肠癌（mCRC）患者随后接受了CYAD-101输注，其中2名患者实现PR，未发现DLT或GvHD。

尽管关于UCAR-T细胞联合疗法的临床数据仍在出现，但自体CAR-T疗法的广泛经验也为未来方向提供了有价值的蓝图。这些策略旨在克服T细胞耗竭和抗原逃逸等共同挑战（这些挑战对自体和异体平台都有影响），其中一个有希望的方法是创造双靶向压力以防止抗原丢失复发。在血液系统恶性肿瘤中，将CD19 CAR-T细胞与CD20靶向药物（如利妥昔单抗或双特异性T细胞接合剂）联合使用已在自体环境中显示出获益，导致更高的完全缓解率和总生存期。展望未来，正在探索更多的创新合作伙伴关系。例如，旨在增强CAR T细胞在体内扩增的癌症疫苗在实体瘤中显示出初步的有希望的疗效。对于UCAR-T细胞，这些联合疗法不仅可以增强抗肿瘤活性，还可以帮助调节宿主免疫系统以支持异体产品的持久性。

然而，UCAR-T细胞与其他治疗方式的整合也需要仔细平衡获益和风险。一方面，UCAR-T细胞可以与增强淋巴细胞清除的其他治疗方式协同增强治疗效果。另一方面，联合疗法也可能导致累积毒性，如由于增强的淋巴细胞清除和系统性治疗增加的发热性中性粒细胞减少症风险而可能致命的感染。这些联合疗法的疗效和安全性需要通过临床试验来验证。

未来方向和挑战

UCAR-T疗法在血液系统恶性肿瘤中的临床成功验证了通过破坏TCR和HLA来减轻GvHD和HvGR的工程原理。然而，这些试验的教训也突出了疗效短暂和持久性有限仍然是限制其广泛应用的主要挑战。这种持久性方面的差距，特别是与自体产品相比，现在是创新的中心焦点。

为了预防GvHD，破坏TRAC位点仍然是标准方法。尽管淋巴细胞清除对于预防宿主排斥也很关键，但其相关的毒性以及可能需要重复也是其显著缺点。更广泛的基因编辑可以设计出具有内在抗排斥能力的UCAR-T细胞，或可减少对强化淋巴细胞清除方案的需求。然而，由于克服复杂的排斥机制需要多重编辑，对CRISPR-Cas系统的依赖增加了由于同时双链断裂导致的染色体易位的风险。在此背景下，碱基编辑器具有显著，即通过诱导目标核苷酸变化而不产生这些断裂来减少基因组不稳定性。这种更温和的过程也可能保持细胞活力，从而提高效力和制造产量。然而，碱基编辑的一个关键安全问题在于sgRNA非依赖性的off-target突变。与之相反，如果未来的策略需要插入大型遗传有效载荷，CRISPR基础系统因其基因整合能力而保留关键优势。

UCAR-T细胞目前面临疗效差和深度缓解的挑战。对其内在特性的研究表明，优化基因编辑、修改细胞因子支持和重编程细胞表型可能增强其体内功能和持久性。在治疗实体瘤时，UCAR-T细胞面临的挑战与自体CAR-T细胞相似：阻碍浸润并促进T细胞耗竭的TME，以及驱动复发的肿瘤异质性。令人鼓舞的是，由于这些挑战是共通的，许多为自体CAR-T开发的先进策略可以直接转移到UCAR-T平台上进行测试。这些策略包括降解肿瘤细胞外基质、增强趋化因子介导的浸润、耗尽或重编程免疫抑制细胞群，以及工程化UCAR-T细胞以抵抗耗竭。

在临床上，对强化淋巴细胞清除方案的依赖（旨在支持UCAR-T扩增），在增强疗效和增加严重、持续性血细胞减少症和机会性感染风险之间创造了微妙的平衡。UCAR-T细胞的“现货型”特性为其与其他新疗法（如BiTEs）的组合创造了独特的机会。这种协同方法已经得到了自体CAR-T和CAR-NK细胞试验的早期临床数据的支持。尽管HLA匹配是一种直接策略，可以减轻GvHD和HvGR，但也会显著增加制造成本和复杂性，这对于真正的“现货型”产品而言是一个挑战。然而，如果严谨的、概念验证的前瞻性研究证实HLA匹配可增强治疗效果，该领域可能会朝着建立来自具有不同HLA类型的供者的异体UCAR-T细胞库的方向发展。此外，新的递送途径策略可能有助于穿透敌对的免疫微环境，但临床有效性必须通过更广泛的研究来证实。尽管UCAR-T细胞是“现货型”产品，但它们在不同患者中的持久性表现出显著的个体间变异性，这种异质性是由制造技术和HvGR驱动的，如何在监管框架内描述和解决这种药代动力学的不可预测性是一个值得进一步关注的问题。

总结

UCAR-T细胞疗法解决了自体产品的制造挑战，其临床策略的重点是通过基因工程改造αβ T细胞或使用替代细胞来源来减轻GvHD和HvGR。然而，更广泛的临床实施的关键障碍仍然存在，包括体内持久性差和缓解深度不足，且这些挑战在实体瘤中因抗原异质性和免疫抑制性肿瘤微环境而加剧。为了克服这些障碍，当前的研究正在探索多种策略，其中许多策略是从自体CAR-T领域的进步中汲取的。临床策略（包括强化解毒、联合疗法、多次给药和局部注射）代表者进一步研究和开发的有希望的路径。

参考文献

Jiang, N., Yang, Z., Miao, H. et al. Recent advances in universal chimeric antigen receptor T cell therapy. J Hematol Oncol 18, 82 (2025). https://doi.org/10.1186/s13045-025-01737-8

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